A proteomika a molekuláris biológia olyan területe , amely a fehérjék azonosítására és mennyiségi meghatározására irányul (más szóval a nagy áteresztőképességű fehérjekutatás). A "proteomika" kifejezést 1997-ben javasolták [1] . A sejtben lévő összes fehérje összességét proteomnak nevezzük [2] .
A proteomika vizsgálatának tárgya olyan fehérjék, amelyek egy adott sejtben , szövetben vagy szervezetben expresszálódnak egy adott időpontban (vagyis a proteomban). Bár a proteomika első módszerei, mint például az Edman-fehérje-szekvenálás , jóval a genomikai technológiák előtt megjelentek, a fehérjék igazán nagy áteresztőképességű vizsgálata csak a posztgenomikus korszakban vált lehetségessé, vagyis a különböző organizmusok genomjainak ismert nukleotidszekvenciáival . .
A genomika és a transzkriptomika után a proteomika a következő lépés a biológiai rendszerek tanulmányozásában. A proteomika fő feladata az új fehérjék azonosítása és kvantitatív elemzése. Ennek megfelelően a proteomika objektíve bonyolultabb, mint a genomika, hiszen egy szervezet genomja az esetek többségében nem változik élete során, de fehérjéinek összessége folyamatosan változik. Még egy szervezet különböző típusú sejtjeinek proteomjai is különböznek. Ezenkívül a proteom tanulmányozását más körülmények is nehezítik, például a poszttranszlációs módosulások , amelyeken sok fehérje megy keresztül (a poszttranszlációs módosításokat a proteomika - foszfoproteomika és glikoproteomika ] szakaszaiban tanulmányozzák . Számos fehérje aktivitása szempontjából kritikus fontosságú a más fehérjékkel és az RNS -sel való kölcsönhatás , ami szintén megnehezíti azonosításukat. Végül, egyes fehérjék olyan rövid életűek és olyan gyorsan lebomlanak, hogy nagyon nehéz rögzíteni őket a rendelkezésre álló módszerekkel [3] .
A proteomikai módszerrel nyert adatok felhasználhatók a különböző betegségek, így a neurodegeneratív betegségek okainak mélyebb megismerésére , valamint kezelési módszerek kidolgozására. A proteomikát új vakcinák létrehozására alkalmas antigének keresésére használják . A különböző rákos megbetegedésekben abnormálisan expresszálódó fehérjék azonosítása nagy jelentőséggel bír a biomarkerekkel segített diagnózis , prognózis és rákkezelés szempontjából [4] .
A fehérjék tanulmányozásának hagyományos megközelítése a szövetekből és sejtekből történő izolálást , majd tisztítást követi, melynek eredményeként lehetővé válik a tisztított fehérje szerkezetének és funkcióinak elemzése. A proteomika más megközelítést alkalmaz: a sejt teljes fehérjetartalma egy lépésben látható és elemezhető. Ezt olyan módszerek és technológiák megjelenése és fejlődése tette lehetővé, mint például a tömegspektrometria és a kétdimenziós elektroforézis . A proteomikai módszerek azonban nem korlátozódnak erre a két példára [2] . Az alábbiakban a fehérjék tanulmányozására jelenleg használt módszereket mutatjuk be, beleértve a kvantitatív elemzési és a fehérje aminosavszekvenciájának szekvenálási módszereit, amelyeket jelenleg ritkán használnak.
Az enzimatikus aktivitással rendelkező fehérjék kvantitatív elemzése közvetve elvégezhető ezen fehérjék aktivitásának Még a 20. század elején is lehetett ilyen elemzést végezni spektrofotometriás módszerekkel . A katalizátor mennyiségét hagyományos aktivitási egységekben becsüljük meg. A feltételes aktivitási egységeket még mindig használják az olyan biomarkerek vérkoncentrációjának leírására, mint az alanin-aminotranszferáz és az aszpartát-aminotranszferáz . 1975-ben kifejlesztettek egy módszert a monoklonális antitestek előállítására , és gyorsan felhasználták a fehérjekutatásban. Például, ha egy adott ellenanyag antigénje ismert , akkor ez az antitest felhasználható a vizsgált antigén azonosítására a kísérleti mintában. Az orvostudományban a 21. században széles körben alkalmazzák az antitesteket biomarkerként, amelyek antigénjei ismeretlenek, de sokkal több antigént kötnek meg beteg emberekben, mint egészségesekben. Például a CA-125 glikoproteint 1981 óta használják petefészekrák biomarkereként , amikor is antitesteket szereztek rá. Jóval később magát a fehérjét, a mucin 16-ot azonosították [5] .
1953-ban Frederick Sanger meghatározta az inzulin hormon aminosavszekvenciáját . Az N-terminális aminosav jelölésére és azonosítására Sanger 1-fluor-2,4-dinitrobenzol használatát javasolta . A fehérje N-terminális aminosavának ezzel a reagenssel történő megkötése után a polipeptid láncot sósavval hidrolizálják az aminosavak elválasztása céljából, és kimutatják a jelölt maradékot. Ha a fehérje több polipeptid láncból áll, akkor mindkét N-terminális aminosav meg lesz jelölve, azaz a fehérjében lévő egyedi polipeptid láncok száma meghatározásra kerül. A teljes fehérjeszekvencia szekvenálására gyakrabban alkalmazzák az Edman szekvenálási módszert [6] .
Az 1950-es években Per Edman svéd kémikus feltalált egy módszert a fehérjék aminosavszekvenciájának meghatározására (szekvenálás). Az Edman-szekvenálás első szakasza a vizsgált peptid fenil - izotiocianáttal való kezelése , amely kölcsönhatásba lép az aminocsoporttal , így fenil-tiokarbomoil- gyököt kap . Az oldat mérsékelt savanyításával lehasad, magával viszi az N-terminális aminosavat. Ennek eredményeként az erre az aminosavra specifikus gyököt tartalmazó tiazolinon kerül az oldatba. Ezt a származékot kromatográfiásan elemezzük , meghatározva, hogy melyik aminosav volt az N-terminálison, és a ciklust megismételjük. Ha a vizsgált fehérjét szilárd hordozóra rögzítjük, akkor minden fenil-izotiocianátos kezelés után lemosható, eltávolítva az N-terminális tiazolinont, és új ciklus indulhat. Az Edman-módszer lehetővé teszi akár 30 aminosavból álló szekvenciák nagy pontosságú meghatározását. A módszer nagy érzékenysége azt is lehetővé teszi, hogy 0,1 nmol -nál kevesebb peptidet 99%-os pontossággal szekvenáljunk. Az Edman-módszerrel szekvenálható polipeptidlánc hossza az egyes szakaszok hatékonyságától függ, amit viszont a polipeptid aminosav-összetétele határoz meg [7] .
Az 1960-as években létrehoztak egy automatikus szekvenszert, amely megvalósította az Edman-módszert. Az inzulin elsődleges szerkezete, amelynek meghatározása Sangernek több mint 10 évébe telt, ma már néhány nap alatt meghatározható egy fehérjeszekvenátoron végzett közvetlen szekvenálás segítségével [7] . Edman módszerét ma már alkalmanként alkalmazzák olyan organizmusok vizsgálatára, amelyek genomiális szekvenciája ismeretlen [8] [9] [10] . A hagyományos fehérjeszekvenálást olyan esetekben is alkalmazzák, amikor számos jellemzőjük (például poszttranszlációs módosulások) nem ismerhető fel csak a génszekvenciából [11] .
A legtöbb fehérjét speciálisan elő kell készíteni a szekvenáláshoz a szekvenálás előtt. Először is, a fehérje diszulfidkötései , ha vannak, tönkremennek perhangyasavval történő oxidációval vagy ditiotreitollal történő redukcióval . Ezután a fehérjeláncot proteázok fragmentálják , mivel a hosszú fehérjék szekvenálása nem túl pontos. Tipikusan a tripszint használják hidrolízishez , amely csak azokra a peptidkötésekre hat, amelyek karbonilcsoportja lizin- vagy arginincsoporthoz tartozik . Ezért, ha a teljes hidrolízis során meghatározzuk egy fehérjében a lizin- és argininmaradékok számát, megjósolható, hogy a fehérje hány fragmentuma bomlik le tripszinnel végzett kezelés után. A kapott fragmenseket elektroforézissel (lásd alább ) vagy kromatográfiával tovább tisztítjuk, és Edman szerint szekvenáljuk. Egy fehérje fragmensenkénti újraszekvenálásához egy olyan enzim darabokra vágja, amely a tripszin által felismertektől eltérő aminosavakat ismer fel. A kapott két fragmentumkészlet átfedése alapján a fehérje teljes aminosavszekvenciája helyreáll [12] .
A diszulfid kötések helyzetének meghatározásához a fehérjét ismét tripszinnel hasítjuk, anélkül azonban, hogy a diszulfid kötéseket először megsemmisítenék. A kapott fragmenseket elektroforézissel elválasztjuk, és összehasonlítjuk a tripszinnel végzett első emésztés során kapott fragmentumkészlettel. Ha két fragmens között diszulfidkötés van, akkor az első fragmentumkészlet szétválasztásakor két sávnak tűnnek a gélen, és a második elektroforézise során egyetlen sávot alkotnak [13] .
Az 1970-es és 1980-as években virágzott a fehérjék izolálásának és tisztításának módszerei. Ezek a módszerek egyesítették a kromatográfia, az elektroforézis és a centrifugálás elvét ; sok közülük már régen használaton kívül van, de néhányat még a 21. században is használnak. 1970-ben Laemmli svájci tudós egy módszert javasolt a fehérjék elektroforézissel történő szétválasztására denaturáló körülmények között. Először a fehérjéket súlyos denaturációnak vetettük alá nátrium-dodecil-szulfát ( angolul sodium dodecil-sulfate, SDS ) hatására, amely minden fehérjemolekulát egy réteg formájában borított be . Minél nagyobb a fehérje, annál több SDS kötődik hozzá, és annál nagyobb a negatív töltés a komplexükben. Ezért amikor a mintákat a poliakrilamid gélre vitték fel, azok elektromos tér hatására elkezdtek mozogni ; ugyanakkor a fehérjemolekulák mozgási sebessége a tömegüktől függ (a könnyebb fehérjék gyorsabban haladnak át a gélen). A módszer kiválóan alkalmas 5-250 kDa tömegű fehérjék szétválasztására [14] .
Laemmli módszerét továbbfejlesztették. 1975-ben Patrick O'Farell és Joachim Klose egymástól függetlenül javasolta az úgynevezett kétdimenziós elektroforézis elvét: az SDS-sel történő tömeges szétválasztás előtt a fehérjéket az izoelektromos pontjuk szerint előre elválasztják . A fehérjéket először egy speciális polimerekkel megtöltött üvegcsőbe vezetik, amelyek állandó pH -gradienst hoznak létre . A fehérjék a cső mentén eloszlanak, és olyan pozíciókat foglalnak el, amelyek pH-ja megegyezik az izoelektromos pontjukkal. Ezután a cső tartalmát kinyomják, és a géllel olvasztják a hagyományos Laemmli-elektroforézishez. Így a fehérjék először izoelektromos ponttal, majd tömeggel osztódnak. A kétdimenziós elektroforézis eredményeként az egyes fehérjék nem egy sávnak felelnek meg, mint a hagyományos elektroforézisnél, hanem egy fókuszált kerek foltnak, amelynek mérete és színintenzitása megfelel a fehérjekoncentrációnak. Kétdimenziós elektroforézissel nemcsak a különböző fehérjék, hanem ugyanazon fehérje izoformái , valamint különböző poszt-transzlációs módosításokkal rendelkező fehérjeformák is elkülöníthetők . A kétdimenziós elektroforézis technikájának különféle fejlesztéseit javasolták, egyes lépéseit, valamint a szkennelt gélek feldolgozását automatizálták. Valójában a kétdimenziós elektroforézis az egyetlen módja a proteom megjelenítésének [15] [16] [17] .
Bizonyos esetekben meg kell állapítani, hogy az izolált antitestek mely sejtfehérjékkel lépnek kölcsönhatásba . Gyakran előfordul egy fordított probléma: az izolált fehérjét meg lehet határozni olyan antitestek segítségével, amelyek specifikusan kötődnek hozzá. Ehhez létezik egy Western-blot vagy immunblot módszer. Használatakor a vizsgált lizátumból származó fehérjéket először gélelektroforézissel választják el, és a gélből egy porózus membránra viszik át. Ezt követően a membránt egymás után kezelik a célfehérjére specifikus antitestekkel és radioaktívan jelölt antitestekkel, amelyek az első antitestekhez kötődnek. Néha a második antitestek helyett az első antitestekkel enzimatikus reakciót hajtanak végre. Ennek eredményeként a célfehérje antitestek által felismert molekuláit az autoradiogramon sávokként vagy a membránon lévő foltokként mutatják ki, amelyek alapján a fehérje azonosítható [18] [19] .
A tömegspektrometria számos olyan módszert tartalmaz, amelyek a vizsgált vegyületek molekulatömegének meghatározására irányulnak. Széles körben alkalmazták a biológiában , különösen a proteomikában. Tömegspektrometria esetén a mintában lévő fehérjéket először ionizálják , majd vákuumkörülmények között szétválogatják és detektálják az ionokat , a kimeneten spektrumot adva, amelyet speciális számítási módszerekkel tovább elemeznek. Végül minden ion esetében meghatározzák a tömeg és a töltés arányának értékét. Ha egy ion töltése egyenlő eggyel, akkor az arány számszerűen egyenlő a molekulatömegével. Eleinte a tömegspektrometria biológiában való felhasználása korlátozott volt, mivel az ionizáció nagyon kemény volt, és a molekulák pusztulásához vezetett. Az 1980-as években kidolgoztak egy módszert a molekulák lézerrel történő ionizálására fényérzékeny szerves anyaggal (ezt mátrixnak nevezik) történő együttes kristályosítás során. A mátrix körülveszi a vizsgált anyag molekuláit, és lézer hatására ionizálja a szomszédos molekulákat. Bizonyos körülmények között az ionizálás a vizsgált molekulák tönkretétele nélkül is végrehajtható. Ezt a módszert mátrix-asszisztált lézeres deszorpciós ionizációnak ( MALDI ) nevezik . Az új ionizációs módszert hagyományos tömegspektrometriás detektorral ( Time-of- repülés , TOF ) kombinálták . Ebben a detektorban az ionok egy vákuumcsőben mozognak, és elérik az érzékeny lemezt (fotosokszorozó cső), amely a detektor. Az az idő, amely alatt egy ion meghaladja a cső hosszát, fordítottan arányos a tömegével. Az 1990-es években és a 2000-es évek elején a MALDI-TOF módszert nagyon aktívan használták fehérjevizsgálatokhoz [20] [21] .
Az izotópszétválasztás sajátosságai miatt a nagy fehérjék spektrumának csúcsait rendkívül nehéz elemezni. Emiatt elemzés előtt a tripszin enzim segítségével 500-2500 Da -os peptidekre bontják őket , majd a peptidek adataiból visszaállítják az eredeti fehérjére vonatkozó információkat, ugyanúgy, mint az új generációs nukleinsavak szekvenálásakor a kezdeti szekvenciák. rövid olvasmányokból gyűjtött . Ezt a megközelítést „ alulról felfelé irányuló proteomikának ” ( eng. bottom-up ) nevezik. Az összeállítási folyamat nem hibamentes, és nagy információvesztéssel jár, ezért bizonyos esetekben a teljes fehérjéket hasítás nélkül vizsgálják meg erős ultranagy felbontású detektorok segítségével (" top-down proteomics ", angolul top-down ) [22] .
A fehérje tripszinnel való kezelésével kapott peptidek molekulatömeg-készlete minden fehérje esetében egyedi. Ez elsősorban a tripszin magas specifitásának köszönhető, amely csak a lizin és az arginin maradványainál hasít . A vizsgált fehérje peptideinek molekulatömegéről kapott képet összehasonlítva a fehérjék adatbázisokból származó peptidtérképeivel , megállapítható, hogy melyik fehérjét vizsgálták. Ezt a megközelítést peptid ujjlenyomatnak nevezik [23] . Mivel lehetetlen teljes megfelelést elérni a peptidek kísérleti tömegeloszlása és a referencia peptidtérképek között, kvantitatív értékelést ( angol pontszám ) vezettünk be annak valószínűségére, hogy a kísérleti peptidtérkép megfelel-e ennek az elméletinek. A peptid ujjlenyomatvételhez speciális programokat fejlesztettek ki, például a MOWSE-t [24] .
A minták tömegspektrométerbe helyezése előtt a tripszinnel történő fragmentálás helyett a fehérjék fragmentumokra bontását magában a tömegspektrométerben is meg lehet valósítani, például inert gázmolekulákkal való ütköztetéssel . Mindegyik peptidet a prekurzor ion tömege és a fragmensionok tömege jellemzi. A fragmensek tömege mérhető, és az eredeti fehérjére vonatkozó információk visszaállíthatók belőlük, hiszen a peptidszekvencia alapján a fragmentumok molekulatömege is meghatározható. Ezt a megközelítést tandem tömegspektrometriának (MS-MS) nevezik. A peptid ujjlenyomat-vételhez hasonlóan a tandem tömegspektrometriában is van valószínűségi becslés, hogy a vizsgált fehérje peptidtérképe megfelel az elméleti térképek valamelyikének. 2007- ben a tandem tömegspektrometriás adatok elemzésére javasolták a célcsalogató megközelítést . Ennek a megközelítésnek a lényege abban rejlik, hogy az adatok elemzése során azonos számú értelmetlen, hamis ( angolul decoy - false goal) peptidet kezdtek hozzáadni a cél elméleti peptidekhez . Ez a megközelítés lehetővé teszi az elemzés minőségének értékelését. Ha a legjobb egyezésű elemzés a kísérleti fehérje és a nyilvánvalóan hamis fehérje egyezését mutatja, akkor álpozitív eredményt ad , és a célcsali megközelítés lehetővé teszi a hamis pozitív eredmények arányának becslését [25] .
A MALDI alternatívájaként a peptidek tömegspektrometria előtti ionizálása elvégezhető az elektrospray ionizációs ( ESI ) módszerrel . A vizsgált fehérjéket tartalmazó folyadékot egy kúpos kapillárisba helyezzük, és amikor az elhagyja a kapillárist, erős feszültséget kapcsolunk rá . Ennek eredményeként a folyadék aeroszollá alakul, és amikor az aeroszol részecskék inert gázáramban elpárolognak, a töltés átkerülhet az aeroszolban oldott biomolekulákra , beleértve a fehérjéket is. Ezzel az ionizációs módszerrel a biomolekulák nem pusztulnak el. Az elektropermetes ionizáció könnyen kombinálható nagy teljesítményű folyadékkromatográfiával : a kromatográfiás fázis áramlása az oszlopról közvetlenül az elektrospray kapillárisba irányítható. Így a tömegspektrométer meghatározza az analitikai oszlopban szétválasztott molekulák tömegét. Ennek a módszernek a rövidítése LC-MS (az angol folyadékkromatográfia - tömegspektrometria szóból ) [26] . A fehérjék azonosítását komplex oldatban tömegspektrometria és nagy teljesítményű folyadékkromatográfia kombinációjával shotgun proteomikának nevezik [27 •• ] .
Tömegspektrometriás technikák használhatók az érdeklődésre számot tartó fehérjék megcélzására, azaz a tömegspektrométer úgy hangolható, hogy csak a kívánt peptidet lássa. Erre a célra egy tripla kvadrupól típusú detektorral ellátott készüléket használnak , azaz három egyforma tömegspektrométert, amelyek egymás után adják át az ionokat. Az első tömegspektrométer kiszűri a kívánt peptidet, a másodikban fragmentálódik, a harmadik pedig 3-5 előre kiválasztott fragmentumot regisztrál. A mennyiségi elemzést a fragmentumok intenzitása alapján végezzük. Ezt a módszert többszörös reakciófigyelésnek (MRM ) vagy kiválasztott reakciófigyelésnek ( selection monitoring , SRM ) [28] nevezik .
A fehérje-fehérje kölcsönhatások tanulmányozásának egyik legnépszerűbb módszere az élesztő két-hibrid rendszer alkalmazása . Ebből a célból két haploid élesztőtörzset kapunk, amelyek közül az egyik a vizsgált fehérje (csali), a második pedig az a fehérje, amelyet az elsővel (zsákmány) való kölcsönhatás szempontjából tesztelni kell. A haploid sejteket ezután fuzionálják, hogy mindkét fehérjét expresszáló diploid élesztősejteket képezzenek. Ha a fehérjék kölcsönhatásba lépnek, mindkettő egy transzkripciós faktort alkot, amely kiváltja a riportergén expresszióját . Ha nincs kölcsönhatás a fehérjék között, akkor a riportergén expressziója nem indul el. Ezt a megközelítést alkalmazva S. cerevisiae élesztőben , 6000 préda klónt 6000 csali klónnal szemben szűrve, 691 fehérje-fehérje kölcsönhatást sikerült azonosítani, amelyek közül korábban csak 88 volt ismert [29] . A 21. században más módszereket, például plazmonrezonanciát [30] [31] alkalmaznak a fehérje-fehérje kölcsönhatások vizsgálatára .
A fehérje-fehérje kölcsönhatásokra vonatkozó adatok alapján bizonyos esetekben meg lehet ítélni egy fehérje funkcióit. Például, ha egy fehérjéről ismert, hogy több fehérjével kölcsönhatásba lép ugyanabban az anyagcsere-útvonalban , akkor valószínű, hogy az is részt vesz benne. A fehérjekölcsönhatások térképét interactnak nevezzük . Vannak olyan adatbázisok , amelyek információkat tárolnak a fehérjekölcsönhatásokról [32] .
A fehérje-fehérje kölcsönhatásokra vonatkozó adatok rendkívül fontosak a biológiai hálózatok és a rendszerbiológia számára: felhasználják őket például jelátviteli kaszkádok rekonstrukciójában [33] [34] .
Protein microarray-eket fejlesztenek ki a mintában lévő specifikus fehérjék azonosítására. A DNS-microarray -ekkel analóg módon nagyon kis antitesteket tartalmazó cseppeket viszünk fel egy szilárd szubsztrátumra. Minden csepp jelölt antitesteket tartalmaz egy specifikus fehérje ellen, amelyet fluoreszcensen jelölt mintaként adnak a chiphez . Mosás után a fluoreszcenciát csak azokban a cseppekben mutatják ki, amelyekben az antitestek megkötötték a vizsgált fehérjét. Az antitestek helyett más molekulák is használhatók, amelyek specifikusan kölcsönhatásba lépnek specifikus fehérjékkel, például oligonukleotidok [35] . A fehérje-microarray-ek fehérje-fehérje kölcsönhatások kimutatására és fehérjefunkciók meghatározására is használhatók. A 2000-es években a fehérje mikrotömböket automatizálták. Nagyon érzékenyek, és nagyon kevés fehérjét igényelnek a tesztelésükhöz, így gazdaságosak [36] .
A tömegspektrometria és a chipek segítségével információt kaphat a fehérje fragmentumokról, de nem a teljes fehérjéről. Ezzel kapcsolatban olyan programokat hoztak létre, amelyek a tömegspektrometria és a chipek töredékes adataiból szolgáltatnak adatokat az ezekből a fragmentumokból szinte teljesen összeállított fehérjékről. Ezek a programok az UniProt [37] és a PROSITE [38] adatbázisokból származó ismert fehérjékkel való fragmens-illesztéseken alapulnak .
A legtöbb fehérjét elemző program nem veszi figyelembe azok poszttranszlációs módosulatait [39] . A létező eszközök, amelyek meghatározzák a poszttranszlációs módosításokat, csak prediktívek [40] .
A bioinformatika számítási módszereit aktívan alkalmazzák a biomarker fehérjék tanulmányozására . Így számítógépes modellek segítségével sikerült kimutatni a terhesség alatti intenzív fehérjecserét az anya szervezete és a magzat között , és az elemzéshez csak non-invazív vérvételre volt szükség az anyától [41] .
Fejlődik a proteogenomika , amely proteomikai módszereket használ a genomi szekvenciákból nyert adatok megerősítésére [42] [43] . Létezik szerkezeti proteomika is, amely a fehérjeszerkezetek nagyszabású vizsgálatával foglalkozik röntgendiffrakciós elemzés és NMR spektroszkópiai adatok alapján [44] .
A kvantitatív proteomika közelmúltbeli fejlődése lehetővé teszi a sejtrendszerek mélyreható elemzésére való alkalmazását [33] [34] . A biológiai rendszerek viselkedésének leírása különféle hatásokra (külső tényezők hatása, a sejtfiziológiában a sejtciklus különböző fázisaiból adódó változások stb.) a fehérjeösszetétel változásainak szintjén lehetővé teszi a fehérje összetételének mélyebb megértését. számos biológiai folyamat lényege. Ennek köszönhetően a proteomika, a genomika, a transzkriptomika, az epigenomika , a metabolomika és más „-omics” mellett az új tudományos irányzatba, a rendszerbiológiába került . Így a The Cancer Proteome Atlas kvantitatív adatokat tartalmaz körülbelül 200 fehérje expressziójáról több mint 4000 elemzett tumormintában , kiegészítve a The Cancer Genome Atlas -t , amely ezen fehérjék genomikai és transzkriptomikai adatait tartalmazza [45] .
A MALDI-TOF segítségével a kórokozók nemzetségekig és fajokig azonosíthatók . Az ép baktériumsejteket tömegspektrométer fémcélpontjára visszük fel, mátrixszal lefedjük, lézerrel besugározzuk, és specifikus profilokat kapunk, amelyeket a betanított algoritmus jellemző tömegek alapján ismer fel [46] .
Vizsgálják annak lehetőségét , hogy a proteomika segítségével fehérje biomarkerek elemzésével diagnosztizálják a rákbetegséget , valamint meghatározzák a daganat rosszindulatúságának mértékét . Ebben az irányban már történt némi előrelépés. Például az Egyesült Államokban engedélyezett a 2015-ben kifejlesztett Xpresys Lung teszt alkalmazása, amely több vérplazmafehérje célzott tömegspektrometriáját alkalmazza, és felméri a tüdő daganatos csomóinak rosszindulatúságának mértékét [47] .
A proteomika legújabb vívmányai - a tömegspektrometria, az organellum -fehérjék és a membránfehérjék szétválasztása terén - lehetővé teszik a szívproteomok tanulmányozását és a módosított fehérjék azonosítását (valamint módosulásuk természetének meghatározását). A szívproteómára vonatkozó adatok segítenek megérteni a különböző kardiovaszkuláris betegségek mechanizmusait [48] .
Sok gyógyszer vagy maga fehérje, vagy specifikus fehérjékre hat. Ezért a proteomikát a gyógyszerek fejlesztésében részt vevő szakemberek átvették . A legtöbb gyógyszergyártó cég rendelkezik proteomikai részleggel vagy proteomikára szakosodott partnercéggel. Proteomikai módszerekkel igazolják a kifejlesztett gyógyszerek célpontjainak érvényességét, meghatározzák a biomarkerek hatékonyságát, tanulmányozzák a gyógyszer hatásmechanizmusát és toxicitását . A proteomikai módszereket különösen olyan maláriaellenes gyógyszerek keresésére használják, amelyek purinkötő fehérjékhez kötődnek az eritrociták plazmódium -reprodukciójának és a vérbe való felszabadulásuk szakaszában [48] .
Két (nem feltétlenül szoros rokonságban álló) organizmus proteomjainak összehasonlítása lehetővé teszi a két szervezetben közös fehérjék és a fenotípusukban eltéréseket okozó fehérjék azonosítását . Egy ilyen elemzés hasznos információkkal szolgálhat az evolúciós folyamat megértéséhez [49] , és néha lehetővé teszi a fehérjék korábban ismeretlen funkcióinak meghatározását. Például összehasonlító proteomika segítségével azonosították a Nilaparvata lugens rovar reprodukciós folyamatokban részt vevő fehérjéit, amelyek expressziója az inszekticid kezelés hatására megváltozik [50] .
A proteomika története 1950-ig nyúlik vissza, amikor Edman javasolta a fehérjeszekvenálás módszerét. 1958-ban Frederick Sanger kutatócsoportja meghatározta az inzulin aminosavszekvenciáját . 1959- ben megszületett az immunoassay módszere , amely nagy jelentőséggel bír a fehérjék vizsgálata szempontjából. 1967-ben létrehozták az első automatikus szekvenálót, amely Edman-módszerrel határozza meg a fehérjék aminosavszekvenciáját. 1970-ben Laemmli egy módszert javasolt a fehérjék szétválasztására denaturáló poliakrilamid gélelektroforézissel, 1975-ben pedig egy kétdimenziós elektroforézis technikát javasoltak ennek alapján. 1984-ben feltalálták az elektrospray ionizációs módszert, amely lehetővé tette a fehérjék tömegspektrometriás vizsgálatát azok roncsolása nélkül, 1985-ben pedig a MALDI ionizációs módszert javasolták. 1994-ben jelentek meg az első tömegspektrometriás peptidtérképek. 1996-ban Mark Wilkins végzős hallgató megalkotta a „proteóma” kifejezést, majd a következő évben megjelent a „proteomika” kifejezés. 1999-ben jelentek meg az első programok olyan fragmentumok előrejelzésére, amelyek tömegét tömegspektrometriával határoznák meg egy fehérjeszekvenciából. 2001- ben megszületett a shotgun proteomika , és 2014-re ezzel a módszerrel lehetővé vált 20 000 humán fehérje azonosítása egy mintában [51] . Jelenleg nem csak a proteomikai módszerek, például a tömegspektrometria különböző típusainak fejlesztése és tökéletesítése folyik, hanem a proteomikai adatok értelmezésére szolgáló új programok is [52] .